Carlos Quiroz E. Ing. Agrónomo MSc., PhD. INIA Intihuasi El Manejo Integrado de Plagas es un término acuñado en California, EEUU, en la década de 1950. Este concepto surgió como una necesidad de incorporar consideraciones ambientales y de seguridad para la salud de las personas en el control de plagas, basado hasta ese entonces casi exclusivamente en aplicaciones de insecticidas. Con la aparición de los primeros insecticidas organosintéticos, a fines de la década del 30, se pensó que las plagas producidas por insectos eran cosa del pasado. Pero las primeras evidencias de efectos adversos se encuentran en los años 40, principalmente presencia de estas sustancias en el suelo, cultivos y cadenas tróficas. De ahí que las primeras “correcciones” se abocaron al uso excesivo de estos productos aplicados por los agricultores, quienes los usaban sin considerar si los insectos plagas estaban o no presentes en sus cultivos. Inicialmente se habló de “control supervisado de insectos”, y fue sólo en la década del 50 que se incorporó el término “Control Integrado”, que consideraba control químico y biológico. En esa misma década se incorporaron otras tácticas de control de plagas, apareciendo por primera vez el término Manejo Integrado de Plagas (MIP), definido como “una estrategia que considera todos los métodos de control disponibles a fin de reducir las poblaciones de plagas a niveles económica y ecológicamente tolerables, minimizando los efectos adversos en la salud de las personas y en el ambiente. MIP EN EL MUNDO DESARROLLADO A partir de 1972, dados los efectos adversos de los insecticidas en especies animales silvestres, la persistencia de estas sustancias en el suelo y la aparición de resistencia de plagas a ciertos insecticidas, en EEUU el MIP se convirtió en política nacional a través de la Ley Federal de Control Ambiental de Plaguicidas, y la Coordinación de las Agencias Federales y el Departamento de Agricultura, ordenada por el gobierno de Richard Nixon. En la década del 90, el Departamento de Agricultura de EEUU (USDA), la Agencia de Protección Ambiental (EPA) y la Administración de Alimentos y Drogas (FDA) fijaron como meta para el año 2000 poner en práctica, bajo el concepto de MIP, al 75% de la superficie cultivada del país. El USDA efectuó entonces una implementación de MIP a nivel predial, a través del Programa PAMS, cuya sigla en inglés significaba: Prevenir el ingreso de plagas a nivel predial, Evitar daño al cultivo, Monitorear los niveles poblacionales e intensidad de ataque, y Suprimir las plagas del cultivo cuando fuera necesario, normalmente con control químico. La meta fijada para el año 2000 sólo significó en la práctica una implementación parcial de herramientas del MIP, pues no implicó una reducción del uso de plaguicidas, por lo que se le denominó la ilusión del MIP o Manejo Integrado de Plaguicidas. De ahí que el año 2000, el USDA creó centros de MIP en varios Estados. Se estima que en la actualidad, el MIP se practica en 4 – 8% de la superficie agrícola de EEUU y, para continuar su incremento, existen programas de MIP como herramienta de incentivo a la calidad ambiental y productiva, mediante el uso decontrol biológico, de biopesticidas, de medidas de manejo cultural, aplicaciones basadas en criterios biológicos determinados mediante monitoreo o datos meteorológicos, y procesos productivos que estimulen la conservación de reservorios ambientales. Con estas medidas, el uso global de plaguicidas disminuyó a una tasa de 0,6% anual en producción agrícola entre 1980 y 2007. En la Unión Europea, por otra parte, a partir del 1 de enero de 2014 existe la obligatoriedad de incorporar las técnicas de MIP en todos los campos. 21 países de la Unión a través de 32 organizaciones se coordinan para priorizar los requerimientos de investigación en el desarrollo de MIP (Iniciativa denominada C-IPM), que considera alianzas de la industria con la investigación. A nivel predial, la Unión Europea tiene programas de incentivo al uso de herramientas de MIP similares a las de EEUU. A partir de 2015, los Consultores en MIP requerirán de licencia renovable en función de cursos de actualización e independencia de la industria agroquímica. Por su parte, el uso de bioplaguicidas en Europa es una herramienta de creciente demanda. De hecho, en octubre de este año se llevará a cabo la 7° versión de la Conferencia Internacional sobre Bioplaguicidas, que es un evento de presentaciones y discusión de la investigación en bioplaguicidas, biotecnología y sus aplicaciones. Entre los diferentes temas destaca la influencia de estas sustancias en salud humana, en el manejo de vectores y enfermedades que transmiten, su uso adecuado, su importancia en agricultura, los beneficios de su uso en MIP y agricultura orgánica, el desarrollo y uso de semioquímicos (feromonas), los efectos de nematodos entomoparásitos, bacterias entomopatogénicas, virus, hongos y otros agentes de control, la química, toxicología y modo de acción de bioplaguicidas, entre otros aspectos, todos tendientes a mejorar la eficiencia de estos productos y la seguridad de su uso en programas de MIP. MANEJO FITOSANITARIO EN CHILE Gran parte del manejo de plagas y enfermedades en la agricultura chilena se basa en el uso de plaguicidas. Hay poco uso de monitoreo y, cuando se hace, en pocas ocasiones se utiliza como criterio de acción basado en la presión real de plagas en los cultivos. Es así como ha habido un aumento del uso de plaguicidas, desde 5.577 toneladas en 1984, a 52.983 toneladas en 2010. Este incremento se ha debido principalmente al aumento de las exportaciones y a la necesidad de cumplir con demandas de fitosanidad en cuanto a ausencia de plagas, y a protocolos de acuerdos comerciales, cuyas exigencias en algunos casos establecen la “obligatoriedad” de declaración de aplicación de insecticidas, solicitando incluso registros y declaraciones de tratamientos calendarizados realizados para el control de plagas, independientemente, por ejemplo, del establecimiento de trampas de captura para determinar curvas de vuelo y umbrales de control de plagas de lepidópteros. Es así como el 70% de los plaguicidas se usa en el sector exportador. Un ejemplo de lo anterior es el manzano, en que las

El laboratorio SIDAL se ha especializado en desarrollar proyectos de investigación sobre residuos de fitosanitarios en frutas y vinos. En la actualidad tiene dos grandes proyectos: uno sobre degradación de fitosanitarios en vinos ( para el Consorcio I+D Vinos de Chile) y un proyecto Fondecyt sobre residuos en uva de mesa y manzanas. De sus estudios emerge una conclusión muy útil para los agricultores: la temperatura y la humedad son los principales factores que determinan la degradación de los residuos de fitosanitarios. Por lo tanto, es necesario que las empresas químicas validen las curvas de degradación de sus productos en diferentes zonas geográficas, ya que las diferencias son significativas. Ubicado en pleno campo cerca de Viña del Mar, el laboratorio SIDAL se ha transformado en uno de los principales polos de investigación sobre residuos de fitosanitarios en Chile. Sus socios Marcelo Kogan (director general), Claudio Alister (director de investigación) y Manuel Araya (jefe de laboratorio) definen a la empresa como “una sociedad de innovación, investigación y desarrollo agroindustrial”. Sus principales líneas de investigación consisten en estudios de efectividad de plaguicidas; residuos de plaguicidas en productos agrícolas, suelos y aguas; estudios de carencia de insecticidas y fungicidas a través de curvas de disipación, y dinámica ambiental de plaguicidas. También se dedican al análisis inorgánico (foliar, agua y suelo), y realizan asesorías y cursos en programas de control de malezas en cultivos, riesgo ambiental del uso de plaguicidas y residuos de plaguicidas en productos agrícolas primarios y elaborados. “Chile es un país multiexportador, tenemos que llegar a destinos muy exigentes como Europa y responder adecuadamente en la calidad e inocuidad de nuestros productos. El tema es crítico y va a ser más crítico a medida que están bajando los límites de residuos. Y es nuestro deber como industria chilena generar la información sobre cómo se comportan los residuos de fitosanitarios en nuestros productos, bajo nuestras condiciones de producción”, señala Claudio Alister. “El problema acá, continúa, es que en estos temas hay mucho dogma y pocos estudios, pocos números. Y por eso se comenten errores porque se sigue permitiendo que cada persona haga las curvas de degradación de fitosanitarios a su pinta. Debemos establecer protocolos para realizar las curvas y tipificar las diferentes zonas geográficas. De esa forma vamos a tener un sistema que permita comparar los resultados y evitar errores”. “Es impresionante como en esta industria se toman decisiones binarias: aplico o no aplico un determinado fitosanitario hoy, en base a tan poca información. Porque si el agricultor se equivoca, arriesga perder toda su producción o embarque”. “Otro de los aspectos que grafican esta falta de investigación es que acá las carencias son absolutas. Por ejemplo: 45 días, cuando sabemos que las carencias son un rango, hay variabilidad”. CADA DÍA LOS AGRICULTORES EXIGEN MEJOR INFORMACIÓN Un aspecto positivo, señalan en SIDAL, es que los agricultores y los gerentes técnicos de las empresas productoras están exigiendo mejor información sobre los fitosanitarios a las empresas. “Hemos visto como hay una mayor preocupación por entender qué pasa con las diferentes formulaciones, qué pasa con los residuos cuando llueve. En la industria del vino, por ejemplo, se están exigiendo las curvas en uva vinífera y los traspasos al vino. Y ante muchas de estas preguntas algunas empresas químicas se quedan sin respuestas”. Ante esta creciente demanda, hemos incorporado simuladores de lluvia en el laboratorio y hemos creado nuestro propio centro de vinificación para entender cómo se traspasan los residuos de fitosanitarios al vino. RESIDUOS EN VINO: PROYECTO CON VINOS DE CHILE Uno de los principales proyectos de investigación que realiza SIDAL se denomina “Curvas de degradación, tasas de transferencia y sistema de monitoreo para residuos de pesticidas para uva y vino en la industria vitivinícola”. El proyecto dura cuatro años y ha sido encargado por el Consorcio I+D Vinos de Chile, con el financiamento de CORFO. Su objetivo consiste en generar una base de información técnico-científica, a través del desarrollo de estudios de curvas de disipación, y de los factores determinantes en el traspaso de residuos de plaguicidas en el proceso de vinificación, para crear un sistema de información que estará destinado a dar soporte en la toma de decisiones productivas para la elaboración de vinos inocuos. Entre otros aspectos, la iniciativa aportará información respecto a los principales factores asociados a la disipación de los 17 principales plaguicidas que se utilizan en la producción de uva vinífera, y de los factores críticos respecto a la pérdida o concentración de residuos de plaguicidas en el proceso industrial de elaboración de vinos. SIDAL ha establecido un protocolo de aplicación de los 17 principales plaguicidas, para lo que se usa siempre el mismo equipo de aplicación. El proyecto ha iniciado su segundo año, con estudios y aplicaciones en diferentes zonas geográficas. Con los resultados del proyecto se busca desarrollar un modelo de predicción de la disipación de residuos de plaguicidas en la uva en el campo, que permita determinar tiempos de carencia específicos para uva vinífera, con una base científica y con un mayor nivel de seguridad en la estimación respecto a lo que se está haciendo actualmente. Estos periodos de carencia se podrán relacionar con factores climáticos (lluvia, temperatura, humedad, entre otros). Un componente muy importante de esta investigación es el proceso de vinificación. “El objetivo es que la uva llegue con los residuos más bajos a la bodega. Pero cuando esto es difícil o no se ha logrado, estamos estudiando cómo a nivel de proceso de vinificación se pueden bajar los residuos y obtener vinos con cero residuos: filtraciones, fermentaciones, lavado de uva, usar un filtro de resina, etc. En esta línea, están desarrollando un kit portátil que se puede usar durante el proceso de vinificación que vaya midiendo los residuos de pesticidas. Es un sistema rápido de detección, que demora unos 30 minutos en tener resultados. La idea es agrupar a los diferentes grupos de pesticidas y que este kit permita detectarlos, sin tener la necesidad de mandar las muestras a un laboratorio.  “Estamos comenzando

En este artículo el experto nematólogo de la Universidad de Chile, Erwin Aballay, entrega los resultados del proyecto financiado por Corfo que busca aumentar la competitividad del sector frutícola a través del establecimiento de una plataforma en línea relacionada con los daños y el manejo de nemátodos en viveros de la Región de O’Higgins. Erwin Aballay E Ingeniero Agrónomo, Ph.D. Profesor Asociado Universidad de Chile  La producción de plantas frutales se realiza en viveros, los cuales deben disponer de la infraestructura adecuada para ello, ya sean invernaderos, salas para preparar sustratos y terrenos para el establecimiento de las plantas. En vistas al desarrollo de plantaciones futuras, el material que se genera en estos viveros debe estar libre de plagas y enfermedades, razón por la que existen reglamentos establecidos por el Servicio Agrícola y Ganadero que fijan el nivel de presencia de alguna plaga en sus niveles máximos permitidos. Entre estas plagas, uno de los problemas recurrentes es la presencia de nemátodos fitoparásitos, habitantes comunes de los suelos que se asocian al sistema radical y pueden ser trasportados a los lugares donde se realizará la plantación definitiva. Para este tipo de plaga, existen disposiciones específicas, que fijan niveles máximos permitidos. Estos niveles van a depender del género o especie de nemátodos presente. Por ejemplo, para plantas de vid, se exige un nivel 0 de nemátodos del género Meloidogyne, es decir un suelo libre de la plaga. Para Pratylenchus thornei, especie común en muchos suelos, su tolerancia es de 20 individuos en 250 gramos de suelo. Por otro lado, está la situación de los campos, los cuales en muchos casos presentan niveles de nemátodos que llegan a invalidar el uso  de plantas libres o con baja carga de la plaga, ya que son establecidas en suelos que están infestados. Por ello es que se requiere revisar y confirmar estas restricciones, realizando algunos estudios de campo, con plantaciones desarrolladas en suelos con estas especies y de acuerdo a ello, poder generar la información necesaria para determinar con mayor certeza la importancia de cada uno de los grupos de nemátodos que encontramos en suelos destinados a la producción de plantas y también en los suelos donde se establecen los huertos. LOS PRINCIPALES NEMATODOS QUE AFECTAN A CAROZOS Y MANZANOS En Chile faltan estudios que indiquen la importancia de la presencia de nemátodos fitoparásitos, a nivel de género o especie, cuales son los que se encuentran asociados a carozos, pomáceas y otros y cuál es la relación entre estos nemátodos y los portainjertos más usados en los huertos. Esta información es necesaria ya que altas poblaciones de varias especies de nemátodos pueden causar la destrucción directa de raíces y eventual reducción en el crecimiento y rendimiento. Los principales nemátodos fitoparásitos de carozos reportados en el mundo incluyen a los nemátodos del nudo de las raíces, Meloidogyne spp., los nemátodos daga, Xiphinema spp., los nemátodos lesionadores, Pratylenchus spp., y los nemátodos anillados, Mesocriconema spp. En el caso de los manzanos, un estudio realizado en California, indica que las especies de nemátodos fitoparásitos presentes en los huertos y que son las económicamente más importantes son  los géneros Pratylenchus, Meloidogyne  y Xiphinema. Los nemátodos del género Pratylenchus viven al interior de los tejidos de las raicillas, migrando a través del tejido radicular. Estos nemátodos han sido estrechamente asociados con pobres rendimientos de cerezo, pérdidas de más del 50%, además de ser también los nemátodos más dañinos de pomáceas y carozos en el Nordeste de Estados Unidos, y probablemente en el mundo al jugar un rol importante en la destrucción de raíces. LA MAYORÍA DE LOS PORTAINJERTOS DE MANZANOS SON HOSPEDEROS DE P. PENETRANS En Chile las especies más frecuentes encontradas en los suelos son P. penetrans, P. vulnus, P. thornei, P. brachyurus, P. crenatus y P. loosi. En pomáceas los árboles dañados generalmente se encuentran en un área circular en el huerto. Los manzanos (especialmente los árboles más jóvenes) infectados con Pratylenchus penetrans pueden exhibir falta de vigor, retraso del crecimiento y una disminución gradual en los rendimientos. La infestación de los árboles más viejos puede causar clorosis, corteza naranja, y quemaduras solares de frutas en las variedades verde. En los arboles jóvenes, la infestación puede causar un retraso en el crecimiento, y a veces la muerte. Estudios realizados por Constante et al (1987) en Burlington, señalan que la mayoría de los portainjertos de manzanos son hospederos de P. penetrans y son susceptibles al daño causado por estas especies. En Vermont, fue encontrado que los portainjertos MM106 y MM111 pueden diferir en la susceptibilidad a las poblaciones de P. penetrans en diferentes suelos.  En Chile no hay estudios, o reportes técnicos acerca de la importancia de los nemátodos fitoparásitos en este cultivo. Últimamente se han detectado algunas plantaciones adultas con problemas de vigor y con niveles considerados altos de nemátodos del genero Pratylenchus, sin identificación de especies aún. Los nemátodos del género Xiphinema son ectoparásitos, alimentándose de la superficie de la raíz produciendo que las puntas de las raicillas se deformen y necrosen. Algunas especies  del grupo X. americanum, son vectores de Tomato ringspot virus o virus del anillado necrótico del tomate. Los nemátodos de la especie Mesocriconemella xenoplax, son ectoparásitos que usualmente no entran a las raicillas, sino que se alimenta desde la superficie de la raíz destruyendo los tejidos corticales de las raíces. La predisposición de frutales de carozo a P. syringae pv. syringa por M. xenoplax ha sido documentado en varias áreas de América del Norte. Los nemátodos del género Meloidogyne son los más importantes como patógenos de muchos frutales. Las especies Meloidogyne incógnita, Meloidogyne arenaria, Meloidogyne javánica y Meloidogyne hapla son las causantes de más del 95% de los daños de este nematodo en suelos agrícolas. Las cuatro especies de Meloidogyne mencionadas anteriormente más Meloidogyne ethiopica son de alta importancia en Chile. El número y tipo de nemátodo también varía con el tipo de portainjerto, existiendo los portainjertos inmune o resistente (no son hospederos, o son poco hospederos pero no son impactados por

La peor pesadilla de un agricultor podría ser que su plantación fuese arrasada por una enfermedad. Algo que perfectamente puede suceder. Conocedora de esa pesadilla, Selena Giménez-Ibáñez, investigadora del Centro Nacional de Biotecnología (CNB-CSIC) de España, trabaja en desentrañar todos los trucos que usan los patógenos para atacar a las plantas, de modo de dar con la solución más eficaz. Hoy lo está haciendo desde la Universidad de Warwick, en el Reino Unido y España, con el objetivo de transferir sus resultados al campo y a las especies que presentan mayor interés económico en todo el mundo. Por Rodrigo Pizarro Yáñez, desde España  Todavía pasarán unos años o quizás décadas antes de comprender y desentrañar completamente los mecanismos moleculares de las infecciones en los cultivos agrícolas. Sin embargo, y a pesar de que este tipo de estudios ha cumplido poco más de una década de desarrollo, ya ha habido una serie de descubrimientos que han sido trascendentales en esta área. Algunos de los más recientes provienen de la investigadora del Centro Nacional de Biotecnología (CNB-CSIC), Selena Giménez-Ibáñez, una ingeniera agrónomo que se ha especializado en fitopatología vegetal y mecanismos de resistencia de las plantas y ha centrado su trabajo en los mecanismos de defensa contra las diferentes bacterias que las atacan. Éstas no han sido las únicas líneas de trabajo que ha desarrollado, ya que también se ha propuesto esclarecer cuáles son las vías que usan ciertas bacterias patógenas para ir infectando a las plantas, siempre con la intención de que sus estudios no queden en ‘papers’, sino que sean transferidos a aquellas especies agronómicas de mayor importancia económica en todo el mundo. Eso es lo que está haciendo en el laboratorio que dirige el Dr. Vardis Ntoulakis, en la Universidad de Warwick, en el Reino Unido. Y está allí tras haber logrado una de las prestigiosas becas internacionales del programa Unesco-L’Oréal for Women in Science, que le permitirá seguir estudiando nuevas áreas de fitopatología en colaboración con el CNB-CSIC. CARACTERIZACIÓN DEL SISTEMA INMUNE DE LAS PLANTAS Entre los logros más relevantes de la investigadora española destaca su contribución a la caracterización del sistema inmune de las plantas, llamado sistema inmune basal, así como los mecanismos que usan las bacterias fitopatógenas para suprimir dicho sistema inmune con el fin de promover la infección.  Para entenderlo de forma simple, el sistema inmune de los humanos se basa en anticuerpos que se van desarrollando conforme aparecen nuevos microbios. “Es dinámico y va evolucionando rápidamente y si aparece un microbio, el cuerpo desarrolla un anticuerpo específico para esa especie de microorganismo y una persona lo conservará para siempre. Es decir, cuanto más en contacto estamos con los microbios, más se aprende de ellos y más fuertes son las personas”, explica Giménez-Ibáñez. De ahí viene la recomendación de que a los niños hay que tenerlos limpios, pero también se les debe permitir que tengan contacto con la tierra y con los animales, porque es así como establecen contacto con los microbios y es eso lo que les permitirá tener un sistema inmune más fuerte. “Las plantas no tienen nada de eso”, sostiene la experta. “No tienen un sistema inmune adaptativo ni tampoco anticuerpos que aparecen contra los microbios que las van rodeando. Lo que tienen son unos 600 receptores que detectan todo, como si fuesen ojos encargados de ver qué es lo que ocurre fuera y de responder adecuadamente a cada estímulo”, continúa. Entonces, la planta que está anclada en el suelo debe leer muy bien quién se le está aproximando para adaptarse a esa situación y ser lo más fuerte posible. “Son estos 600 receptores los que les permiten percibir si lo que tienen en la superficie es un hongo, un virus o un bacteria; es decir, sentir qué es lo que está pasando en el exterior. En definitiva, todo eso hace que la célula deba adaptarse para estar en la mejor situación posible”, explica la investigadora. UN CAMBIO DE ENFOQUE Esto es un cambio sustancial porque quiere decir que las plantas no pueden generar nada nuevo y deben arreglárselas con lo que tienen. De esa forma deben luchar contra todo lo que les rodea, que en el fondo son miles y miles de microorganismos. “Pensar que esos recetores son capaces de verlo todo de forma específica, es algo bastante sorprendente”, afirma la especialista. El punto de partida ocurrió cuando el laboratorio de Thomas Boller, en  el año 2000, identificó el primer receptor en plantas (FLS2) que percibe la flagelina, comprobándose además un poco después que esa percepción a través del receptor hacía a las plantas más resistentes a la enfermedad. De ahí en adelante se fueron descubriendo otros como aquellos que perciben los lipopolisacaridos de la pared de las bacterias o la quitina de los hongos. “Por aquel entonces descubrimos que uno de esos receptores llamado CERK1, estaba envuelto en la percepción de bacterias”, recuerda la investigadora. Esto que parecía algo muy lejano, ha dado paso en un muy corto tiempo al desarrollo de líneas de trabajo aplicadas muy interesantes. Por ejemplo, no todas las plantas tienen los mismos receptores. “A medida que se han ido identificando se han ido transfiriendo a plantas de interés agronómico como el tomate y recientemente a trigo y arroz por parte de los laboratorios pioneros de Cyril Zifel y Pamela Ronald. Este es un aspecto relevante porque los receptores sólo activan las defensas de las plantas cuando detectan la presencia del microbio. No pasa lo mismo con aquellas estrategias que se usaban antes, que incluían genes en las plantas y éstas siempre tenían sus defensas activadas”, explica. Eso significa que la forma de ayudar a luchar de las plantas ha cambiado. Si hubiese que trazar un símil con una persona enferma, su enfermedad estará presente todos los días y esta persona estará luchando aun cuando la enfermedad vaya desapareciendo, con el resultado de que su cuerpo estará cada vez más cansado. Hasta hace unos años, la situación era exactamente la misma con las plantas, porque

No se descarta que este virus, transmitido por o cuyo vector es el trips Frankliniella occidentalis también conocido como trips de California, pueda expandir su presencia a nuevas áreas de cultivo. Paulina Sepúlveda R., Mónica Madariaga V, Roxana Mora y Luis Felipe Muñoz. La lechuga es a una de las especies hortícolas que más consume la población, siendo las principales variedades comercializadas milanesa, conconina (costina), escarola, española francesa y morada. El año 2012 la superficie plantada de lechuga alcanzaba 7.356,3 ha, es decir el 9,3% de la superficie nacional con hortalizas (ODEPA), con una densidad promedio por hectárea de 50.521 plantas (2.296,5 ha en la Región de Coquimbo). En los últimos años se han presentado serios problemas fitosanitarios, tanto virales como provocadas por hongos, que causan pérdidas que se concentran principalmente en el periodo de invierno y primavera, provocando una fluctuación negativa en la comercialización de la especie. Desde el punto de vista económico el cultivo de lechuga es uno de los de mayor importancia en la Región de Coquimbo, y es uno de los preferidos por los agricultores por ser un cultivo de rápido crecimiento y corto desarrollo, con una alta demanda por parte del consumidor. La principal ventaja productiva de la Región de Coquimbo es su clima, que permite cultivar durante gran parte del año.  LAS DOS PRINCIPALES ENFERMEDADES VIRALES Un diagnóstico realizado entre 2005-2008 por investigadores de INIA-La Platina en el marco del proyecto “Aplicación de herramientas biotecnológicas y agronómicas a la sanidad vegetal del cultivo de la lechuga”, financiado por la Fundación para la Innovación Agraria, FIA, en la zona central de Chile, indicó que los problemas virales referidos a la producción de lechugas en esta zona se centran en dos enfermedades: el “mosaico de la lechuga” y la “vena ancha”. Esta última, enfermedad asociada a la presencia de dos agentes virales, el Lettuce big-vein virus (LBVV) y Mirafiori lettuce big-vein associated virus (MLBVaV), los que son transmitidos por un hongo del suelo, el Olpidium brassicae, lo que dificulta su control ya que las esporas del hongo pueden sobrevivir por años en el suelo sin perder la habilidad de transmitir estos virus. Esta enfermedad se ha diseminado rápidamente por todas las áreas productoras de lechuga en el mundo debido principalmente a dos causas. La primera de ellas relacionada con la falta de variedades resistentes y la segunda causa relacionada con la dificultad para controlar al vector. REPORTAN SíNTOMAS DE UNA NUEVA ENFERMEDAD En la temporada 2013-14 en el sector de Pan de Azúcar, Región de Coquimbo, los agricultores observaron síntomas en las plantas de lechuga de un cultivo de primavera verano, que sugerían la presencia de un nuevo problema patológico, este correspondía a manchas necróticas circulares en el borde de las hojas como también en el foliolo central, causando deformación de ellas y pérdida del cultivo lo que sugería una infección causada por virus (figura 1). La sintomatología fue observada en lechugas milanesa, costina y escarola, siendo la más afectada la lechuga milanesa variedad Victoriosa con un porcentaje de plantas afectadas de alrededor del 20%. Los síntomas son claramente visibles cuando la lechuga tiene un desarrollo de ocho hojas, lo que equivale a dos o tres semanas del cultivo en el campo. Especialistas de INIA Intihuasi en la Región de Coquimbo han desarrollado programas de asistencia técnica en conjunto con INDAP, que han permitido interactuar directamente en los campos de los agricultores, entregando herramientas de identificación para la detección de plagas y enfermedades, con cursos y talleres dirigidos por especialistas, además de una asesoría técnica dirigida. De esta forma han logrado anticipar los problemas productivos que enfrentan los hortaliceros medianos y pequeños en el sector de Pan de Azúcar, constatando que los porcentajes de pérdidas asociado a la expresión de esta enfermedad son de un 20 a 40 %, para el riego por surco. Como ejemplo se puede señalar que en la lechuga del tipo milanesa con densidades de 66.670 pl ha-1 las pérdidas pueden ser de 27.000 plantas por ha. Mientras que si el cultivo es regado por goteo (cinta), el porcentaje de pérdidas es del 10% aproximadamente. Cabe señalar que la incidencia de la enfermedad aumenta en el periodo estival producto del incremento en las temperaturas, lo que permite mayores poblaciones de trips, principal vector del virus, afectando en un mayor porcentaje al cultivo. Muestras de las plantas afectadas fueron analizadas en el laboratorio de Fitopatología y Virología de INIA La Platina. Considerando que la sintomatología sugería una infección causada por virus, se realizó la prueba de RT-PCR con partidores específicos para diferentes virus que afectan a la lechuga entre ellos Tomato spotted wilt virus (TSWV), Cucumber mosaic virus (CMV), Beet necrotic yellow vein virus (BNYVV), Impatient necrotic spot virus (INSV) y además con partidores universales para el género Tospovirus. Los resultados fueron concluyentes y todas las muestras resultaron positivas a Impatient necrotic spot virus (INSV) y al género Tospovirus. El Impatiens necrotic spot virus o virus de la mancha necrótica del impatiens (INSV, por su acrónimo en inglés) fue descrito por primera vez en los Estados Unidos de América (EUA) en 1990 como un típico Tospovirus. Fue aislado en Nueva Guinea de plantas de Impatien ssp. y otros cultivos ornamentales tales como anturio, begonia y gloxinia; al mismo tiempo fue reportado en el Noroeste de Italia en Anemonesp. Y Ranunculu ssp., y posteriormente en Países Bajos y Alemania en 1992. Antes de su plena caracterización molecular, el INSV fue descrito como una variante del Tomato spotted wilt virus (TSWV-I, de impatiens) también perteneciente al género Tospovirus. Ambos virus comparten el vector principal que es el trips Frankliniella occidentalis Pergande (Thysanoptera: Thripidae) (o trips de California) frecuentemente presente en cultivos de lechuga y otras hortalizas en la región. El insecto adquiere el virus al estado de larva y son los trips adultos, los que tienen la capacidad de  transmitir el virus a especies cultivadas perennes y anuales así como también a malezas.  Los síntomas causados por ambos virus corresponden a necrosis de las

Nicola Fiore, Alan Zamorano, Claudia Abarca, Nicolás Quiroga, Ana María Pino, Universidad de Chile, Facultad de Ciencias Agronómicas, Departamento de Sanidad Vegetal. El autor de las figuras es Nicola Fiore. E-mail: nfiore@uchile.cl La vid (Vitis vinifera L., especies de Vitis americanas e híbridos utilizados como portainjertos) alberga un elevado número de agentes infecciosos entre virus (65), viroides (6) y fitoplasmas (8). Lamentablemente este listado crece año tras año debido al constante desarrollo y optimización de las técnicas de detección de estos patógenos, especialmente la “secuenciación masiva” o “secuenciación de nueva generación” (Martelli, 2014a). Términos claves: Vitis vinifera, diagnóstico, sintomatología, epidemiología, control. Las razones por las cuales la vid resulta tan afectada por estos patógenos son varias, entre ellas destacan: que son intrínsecamente susceptibles a varios patógenos, se cultivan en diferentes áreas geográficas y bajo diferentes condiciones agroclimáticas y se propagan vegetativamente (principal modalidad de transmisión de virus, viroides y fitoplasmas). Esto hace que la vid adquiera, acumule y mantenga tales agentes infecciosos, perpetuándolos junto con ella. Además, algunos nematodos e insectos son eficientes vectores naturales de determinados virus y fitoplasmas, complicando aún más la situación. No obstante este desalentador panorama, la vid sigue siendo uno de los cultivos más importantes y atractivos en el mundo. Notables son los constantes esfuerzos que se realizan en diferentes países, incluyendo a Chile, para hacer efectiva la única medida de control posible: obtener y multiplicar plantas libres de virus, viroides y fitoplasmas. Durante los últimos quince años en Chile, en el laboratorio de Fitovirología de la Universidad de Chile, Facultad de Ciencias Agronómicas, nos hemos enfocado en la optimización de la detección y en el control de estos patógenos. En el marco del control en 2010, junto con los socios Viveros Valentina, Viña Los Vascos, Viña Santa Cruz y Viña Montes, desarrollamos el proyecto Innova “Rescate de germoplasma de vid presente en el territorio nacional” (código: 09CAVC-6987), logrando el saneamiento de ocho importantes variedades de uva para vinificación y de dos portainjertos. El control de virus, viroides y fitoplasmas en vides, como también para otras especies vegetales, inevitablemente se basa en el conocimiento del estado sanitario de los viñedos. Por esto la importancia de contar con eficientes técnicas de detección, además de experiencia para reconocer los síntomas de las principales enfermedades causadas por estos patógenos. El proposito de esta reseña, que por la vastedad y dinamicidad del argumento es incompleta y no definitiva, consiste en brindar informaciones e indicaciones en apoyo a la toma de decisiones de productores y viveristas para mejorar el control de virus, viroides y fitoplasmas, tanto en uva destinada a la producción de vino como en la de mesa. PRINCIPALES ENFERMEDADES, DAÑOS CAUSADOS Y EPIDEMIOLOGIA Los virus y viroides son agentes infecciosos visibles solo al microscopio electrónico. Los fitoplasmas son bacterias carentes de pared celular. Estos tres tipos de patógenos en la vid son capaces de alterar las funciones fisiológicas normales de las plantas al intervenir en los mecanismos que regulan la fotosíntesis, la respiración, las actividades enzimáticas, el balance hormonal, el transporte floemático, el metabolismo de los azúcares y del nitrógeno. De esto deriva uno o más de los siguientes efectos: progresivo decaimiento y muerte de la planta, reducida cantidad y calidad de producción, reducción del ciclo productivo del viñedo, modificación de la composición de los mostos, reducida capacidad rizógena del material de propagación, reducido prendimiento de los injertos y reducción de la resistencia a factores abióticos y bióticos (Walter y Martelli, 1996; Bertaccini y col., 2014; Gambino y col., 2014). Simplificando, los virus están constituidos por una envoltura cuya naturaleza es esencialmente proteica y que contiene un solo tipo de ácido nucleico (RNA o DNA). El ácido nucleico de los principales virus que afectan a la vid es RNA a simple hebra y de orientación positiva (ssRNA+). Los viroides son los patógenos más pequeños que afectan a las plantas. Se encuentran exclusivamente en ellas y están compuestos solo por un RNA pequeño (230 a 401 nucleótidos) de simple hebra, circular, que presenta amplias zonas de complementariedad y enrollamiento. Esta estructura confiere a los viroides notable resistencia a factores como alta temperatura, radiación UV y enzimas celulares que degradan el RNA (Kovalskaya y Hammond, 2014). Tanto virus como los viroides son capaces de replicarse solamente en células vivas porque carecen de una estructura celular y de metabolismo propio, por lo que dependen de las células hospederas para su replicación. Ellos llegan a ser parte de un sistema viviente, solamente después de que su material genético ha sido introducido al interior de una célula hospedera y empieza a multiplicarse utilizando los sistemas biológicos de la célula misma (Hull, 2002). Los fitoplasmas son microorganismos unicelulares, pertenecen a la clase Mollicutes y, como ya se ha indicado, carecen de pared celular. Son procariontes que viven y se multiplican en el floema de las plantas infectadas y en los tejidos de sus insectos vectores. Aunque con cierta dificultad, se ha encontrado la forma de cultivarlos en sustratos artificiales (Contaldo y col., 2012). Las enfermedades producidas por fitoplasmas en vides se denominan en forma genérica como amarilleces de la vid (“grapevine yellows”), afectando a todas sus variedades silvestres y cultivadas. El conocimiento de estos microorganismos ha crecido enormemente a través del uso de técnicas moleculares y la clasificación taxonómica se encuentra en constante perfeccionamiento. Actualmente se clasifican en grupos y subgrupos ribosomales, aunque se asoma una revisión taxonómica que coloca a los fitoplasmas dentro del género ‘Candidatus Phytoplasma’ (Bertaccini y col., 2014). LA DEGENERACIÓN INFECCIOSA Enfermedad causada por virus pertenecientes a la familia Secoviridae. El principal agente de la degeneración infecciosa es el Grapevine fanleaf virus (GFLV), universalmente difundido y conocido con el nombre de “fan-leaf” (hoja en abanico). GFLV posee cepas deformantes y cromógenas. Las primeras producen deformaciones y las otras inducen alteraciones de color en las hojas. En el primer caso es muy común la aparición de hojas asimétricas con nervaduras principales muy juntas y con abolladuras de la lámina. Los sarmientos presentan entrenudos cortos, nudos dobles, fasciaciones y bifurcaciones. La alteración del

Claudio Alister, Manuel Araya, Kevin Becerra y Marcelo Kogan. Estación Experimental SIDAL Limitada Existen diferentes factores que podrían influir en la pérdida del residuo de un plaguicida desde un fruto u otro producto hortofrutícola, sin embargo el conocimiento actual ha ido indicando que solo algunos de ellos son significativos, o lo suficientemente importante como para modificar el período de carencia de un plaguicida o bien su eficacia. En este artículo los autores explican que si bien el tipo de formulación puede incidir en la eficacia del control, según los resultados del proyecto de SIDAL financiado por FONDECYT, la formulación no incidiría mayormente en el depósito inicial ni en el período de disipación. En el ámbito agrícola existen dudas respecto si, por ejemplo, al aplicar un plaguicida con o sin surfactante se produciría un cambio en la disipación y por ende en el período de carencia, o si diferentes formulaciones de un mismo ingrediente activo tendrían diferentes disipaciones, y por ende un nivel de residuo en el fruto distinto al momento de cosecha. Con relación a este último punto, hay autores que han encontrado cambios en la eficacia de algunos insecticidas, en ciertos insectos, al cambiar formulación, sin embargo no han observado cambios en la persistencia del residuo, o sea en la disipación de este. Por ejemplo, Kumar et al. (2011) encontraron un aumento en el periodo de control de pulgón y gusano minador, en papa, al utilizar formulaciones encapsuladas de imidacloprid y carbofuran, pero no en la disipación de sus residuos. Montemurro et al. (2002) al comparar tres formulaciones de clorpirifos, emulsión concentrada (EC), gránulos dispersables (WG) y microencampsulado (ME), encontraron que no existieron diferencias entre las distintas formulaciones al comparar el nivel de residuo a los 90 días después de aplicación en naranjas.  Otros trabajos, indican algo similar, pero con ciertas variaciones dependiendo del tipo de fruto (Angioni et al., 2011; MacLachlan and Hamilton, 2011). FORMULACIÓN Y SU EFECTO EN EL PERIODO DE CARENCIA Durante las temporadas 2013 y 2014, en el marco del proyecto FONDECYT 1120925 que busca determinar los factores asociados a la disipación de residuos de plaguicidas en uva y manzana, se evaluó la importancia de la formulación de un plaguicida en la tasa de disipación y depósito inicial, ambos factores críticos al determinar un Periodo de Carencia.  En la figura 1 se puede observar la curva de disipación de tebuconazole, formulado como EW (Emulsión en Agua), WP (Polvo Mojable) y SC (Suspensión Concentrada), en uva vinífera variedad Sauvignon blanc y en manzana variedad Pink Lady, en la zona de Casablanca. Como se observa, en ninguna de las dos especies se determinaron diferencias significativas, tanto en el depósito inicial, como en la disipación de los residuos, lo que se traduce en que tampoco existieron diferencias significativas en el periodo de carencia para tebuconazole en las distintas formulaciones, como se puede ver en el cuadro 1. Al ver estos resultados, y sin considerar la desviación estándar que acompaña al período de carencia estimado, el lector podría pensar que sí existen diferencias, en donde el período de carencia de tebuconazole EW (100 días) es menor que el de tebuconazole SC (123 días). Sin embargo, si se considera la variabilidad para cada período de carencia estimado, para tebuconazole formulado como EW sería de 79 a 121 días, formulado como SC seria de 87 a 153 días y como WP sería de 89 a 131 días, lo que claramente nos indica que en forma práctica no habría mayor diferencia en usar cualquiera de las tres formulaciones respecto a los residuos esperados a cosecha. Esta variabilidad observada es algo inherente a este tipo de estudios, y que se explica por todos los errores asociados en la estimación de la disipación del residuo de un plaguicida (Ej: aplicación en el campo, muestreo, análisis del residuo en el fruto, etc). De la misma forma, durante el año 2014 se estudiaron los insecticidas acetamiprid (Logkow=0,8), buprofezin (Logkow=4,93) y el fungicida fenhexamid (Logkow=3,51), cada uno de ellos en dos formulaciones (Polvo Mojable, Suspensión Concentrada y Concentrado Soluble), aplicados a manzana (Pink Lady) y a uva vinífera (Sauvignon blanc). Como se aprecia en el cuadro 2, nuevamente no se observaron diferencias significativas en el depósito inicial de ninguno de estos plaguicidas al comparar sus formulaciones, asi como tampoco en la tasa de disipación o pérdida diaria del producto (k), resultando en que el porcentaje del residuo remanente a los 40 días después de aplicación (DDA), fuera el mismo independientemente de la formulación. Queda claro que la especie sobre la cual se aplica el plaguicida es un factor determinante del depósito inicial del plaguicida (tamaño y geometría del fruto) y en la tasa de disipación. Sin embargo, no es una verdad absoluta para todos los productos, dado que siempre existirán comportamientos extraños, como el caso de fenhexamid en donde el depósito inicial y la tasa de disipación no cambiaron en forma significativa al ser aplicado en uva y en manzana. Casos como estos, son necesarios de estudiar nuevamente para poder diferenciar entre un fenómeno real o un “error experimental”. Los resultados del proyecto FONDECYT aquí presentados, coinciden con varias publicaciones, en cuanto a que el factor formulación, no es un factor significativo respecto de la persistencia del residuo de un ingrediente activo. De acuerdo a otros resultados obtenidos en este proyecto, existirían factores más importantes al momento de definir si el residuo de un plaguicida estará más o menos tiempo en la fruta, como lo es el sitio de la aplicación (localidad), y dentro de esta la temperatura, radiación solar y lluvia, estarían mostrando un efecto importante en la disipación de un residuo.   Finalmente, estos resultados preliminares ayudan a entender mejor este complejo tema, quedando aun otros factores que estudiar y relacionar (Ej: técnica de aplicación, crecimiento del fruto, etc.). La velocidad con que se avance en este ámbito dependerá de cómo se vayan desarrollando los diferentes trabajos e investigaciones, sin dejar de considerar la variabilidad que existe en este tipo de estudios, lo que

En este artículo los autores señalan la necesidad de desarrollar un modelo de prevención de PSA que reduzca la diseminación del cancro bacteriano. Así mismo explica un modelo de detección desarrollado en Italia y experimentado en Chile que se basa en el muestreo y análisis del “lloro primaveral” del kiwi, es decir, del flujo xilemático que se libera por los cortes de poda de las plantas.  Stefano Ardizzi*, Enrico Biondi*, Set Pérez*, Carla Lucchese*, Assunta Bertaccini*, Alan Zamorano**, Ximena González**, Jimena Carrasco Figueroa***, Carolina Ureta Olivares***, Carolina Soto Pereira***, Catalina Cerpa***, Juan Alejandro Molina***, Ernesto Vega Berroeta***, Nicola Fiore**. *DipSA, Patología vegetal, Alma Mater Studiorum, Universidad de Bolonia, Italia **Departamento de Sanidad Vegetal, Facultad de Ciencias Agronómicas, Universidad de Chile, Chile *** Servicio Agrícola y Ganadero, Chile El cancro bacteriano del kiwi, causado por la bacteria Pseudomonas syringae pv. actinidiae (Psa), desde el año 2008 es responsable de importantes epidemias en Europa y en Nueva Zelanda. En Chile, particularmente en la región del Maule, Psa fue detectado en el año 2010 y al 2013 ya se confirmaba su presencia también en las Regiones del Bio Bio y Libertador Bernardo O´Higgins. Los principales síntomas en kiwi atribuibles al patógeno son: manchas foliares necróticas con forma poligonal y usualmente con halo clorótico, exudados rojos en primavera y, ante el empeoramiento de la enfermedad, cancros en las ramas, marchitamientos de flores y hojas (Figuras 1, 2 y 3). La diseminación de Psa ocurre a través de: utensilios y ropa; incorrecta eliminación de material (vegetal y no) contaminado, infectado o sucio; polen; lluvia y viento. Sin embargo, la causa más importante es el movimiento de material viverístico asintomático con fines comerciales. Para reducir la diseminación del cancro bacteriano del kiwi es importante identificar y eliminar tempranamente las nuevas fuentes de inóculo. A tal propósito, es necesario desarrollar un modelo de prevención, apoyado por un protocolo de detección confiable y rápido en la identificación de las nuevas fuentes de inoculo asintomáticas, antes del término del reposo vegetativo de la actinidia. Con esta finalidad, recientemente en Italia se ha trabajado en una metodología diagnóstica basada en la recolección y análisis del fluido xilemático, llamado también “lloro primaveral”. Este fenómeno natural y común en algunas especies vegetales, se debe al aumento de la presión osmótica a nivel del aparato radical, en concomitancia con el gradual aumento de temperatura, condición que se traduce en abundante flujo de linfa por los vasos xilemáticos que posteriormente es liberado a través de cortes de poda (Davison, 1990; Clearwater y col., 2007; Biondi y col., 2013; Biondi y col., 2014). Entre las especies cultivadas, el lloro es muy abundante en actinidia y en la vid, a causa de las grandes dimensiones de los vasos xilemáticos, los que ofrecen poca resistencia hidráulica y permiten el fácil tránsito de la linfa. En la vid, el análisis microbiológico del fluido xilemático ha sido utilizado con fines diagnósticos para detectar la presencia de Agrobacterium vitis en plantas asintomáticas (Szegedi y Bottka, 2002; Flamini y col., 2006). El método utilizado en este estudio, se basa en el análisis microbiológico y molecular del lloro primaveral de la actinidia, para detectar la presencia de infecciones latentes causadas por Psa en perjuicio de plantas adultas cultivadas en pleno campo (Biondi y col., 2013). Este método, ya desarrollado en Italia (Biondi y col., 2014), ha sido experimentado también en Chile, en territorios afectados por Psa en las regiones del Maule y Bíobío, a través de un trabajo realizado en conjunto entre la Universidad de Chile, el Servicio Agrícola y Ganadero (SAG) y la Universidad de Bologna (Italia). SE SELECCIONARON PLANTAS HAYWARD ASINTOMÁTICAS DE PREDIOS POSITIVOS Las plantas analizadas, provenientes de los distintos predios, pertenecían al cultivar Hayward; para la recolección de muestras, fueron seleccionados predios positivos a Psa. Se eligieron solo plantas asintomáticas, conservando como único criterio el de analizar un número de muestras representativo del área de investigación. Fue realizado un muestreo de lloro de cada predio, en primavera (inicios de octubre 2013). Desde cada planta asintomática, después de haber esterilizado la superficie con etanol al 70%, fueron cortadas las porciones distales (2 – 3 cm) de tres sarmientos de un año. Una probeta Falcón de 15 mL fue fijada en cada punto de corte para colectar el lloro (tres probetas Falcón por cada planta) (Figuras 4 y 5). Alrededor de 1 hora después – el tiempo de recolección puede llegar también incluso a 2 horas (Biondi y col., 2014) – las probetas fueron retiradas y conservadas en un contenedor refrigerado portátil (15°C). Una vez en laboratorio, el líquido contenido en las tres probetas Falcón de 15 mL, fue agitado en vórtex por algunos segundos y posteriormente vertido en una única probeta con capacidad total de 50 mL. El total del contenido fue centrifugado a 10.000 g por 20 minutos a 4°C. El sobrenadante fue eliminado y el pellet resuspendido en 1 mL de agua destilada estéril. Una alícuota del precipitado resuspendido fue conservada a -80°C incorporando 20% de glicerol, mientras que la otra alícuota fue mantenida a -20°C para realizar análisis microbiológico y PCR anidada (Biondi y col., 2013). La detección e identificación microbiológica de Psa, ha sido realizada a través de aislamientos en substrato nutritivo (NSA), y purificación en medio King B, de manera de   establecer las características morfológicas de las colonias, evaluación de fluorescencia, pruebas bioquímicas (LOPAT: producción de LEVANA, citocromo OXIDASA, pudrición de PAPA, dihidrolasa de la ARGININA e hipersensibilidad en TABACO). Las pruebas moleculares han sido efectuadas desde los lloros y en las colonias purificadas obtenidas a través del análisis microbiológico (PCR anidada; Biondi y col., 2013). En el transcurso de la estación vegetativa, luego del análisis de los lloros, se efectuaron observaciones fitopatométricas en las plantas usadas en cada muestreo; con este fin, se recogieron sarmientos sintomáticos (en las plantas donde empezaban a aparecer los síntomas) y asintomáticos, los cuales fueron analizados en laboratorio. Pequeñas porciones subcorticales de sarmiento fueron esterilizadas por inmersión en hipoclorito de sodio (1%) y, luego de haberlas