El aumento de la severidad del daño ocasionado por los HMV estaría principalmente vinculado a los cambios en el manejo y prácticas culturales de la viña o parral, debido al desconocimiento de la etiología y epidemiología de los patógenos asociados al problema, principalmente en su forma de transmisión por el material de propagación, infección vía heridas y cortes de poda así como también debido a la ausencia de tratamientos invernales con productos de amplio espectro y acción erradicante (polisúlfuro de calcio, dinitros, arsenito de sodio, etc.).

PRODUCCIÓN DE PLANTAS DE VID LIBRES DE HONGOS DE LA MADERA

Las técnicas tradicionales de propagación de la vid utilizan portainjertos o púas de plantas madres, de las que se colecta material en receso para injertar, enraizar o brotar en campo. Sin embargo, algunas prácticas, como la hidratación, condiciones de almacenamiento refrigerado y ausencia de higiene en el vivero, pueden tener un efecto significativo sobre la calidad de las plantas de vid producidas, variando considerablemente entre partidas de plantas de un mismo vivero y principalmente entre viveros. Las plantas madres de vides generalmente se establecen a partir de plantas en receso con raíz desnuda o en bolsa y requieren de aproximadamente unos 3 años para producir una cantidad suficiente de estacas. Una vez que las estacas han sido colectadas a inicios de invierno desde las plantas madres, ya sea de portainjertos o de variedades, generalmente son mantenidas en hidratación continua durante 1 a 12 horas, agregando al estanque de hidratación fungicida y/o biocidas. Con posterioridad a esta hidratación, el material vegetal se almacena a 2-3 ºC y 90% de humedad hasta finales de invierno o inicio de primavera.

FUENTES POTENCIALES DE INÓCULO DURANTE EL PROCESO DE PROPAGACIÓN DE PLANTAS DE VID

Las plantas madres de vid infectadas actúan como reservorios de inóculo a partir de los cuales los agentes patógenos de la madera de la vid infectan los portainjertos o variedades; pero ¿cómo las plantas madres de vid se infectan y cuál es la fuente de inóculo en el campo? Especies de Dactylonectria e Ilyonectria (ex-Cylindrocarpon spp., agente causal del pie negro de la vid) se conocen comúnmente como habitantes saprófitos en el suelo, multiplicándose sobre sustratos de plantas muertas o también como patógenos débiles infectando heridas en raíces y tallos de plantas débiles de diversas especies. La producción de clamidosporas le permitiría sobrevivir durante períodos prolongados de tiempo en el suelo aun en ausencia de un hospedero susceptible.

Por otro lado se ha sugerido que Phaeomoniella chlamydospora es un patógeno del suelo que también sobrevive mediante la producción de clamidosporas. La presencia de Phaeoacremonium aleophilum contaminando el suelo y el agua en directo contacto con las vides fue confirmada mediante métodos moleculares. P. chlamydospora fue detectada en el suelo de viñas en Nueva Zelanda y Sudáfrica utilizando diferentes pruebas de PCR y podría estar presente en estos suelos infectados con estructuras fungosas de propagación como micelio, conidias, clamidosporas y/u otras estructuras procedentes de plantas madres infectadas. La sobrevivencia de estos patógenos no se vería afectada por cambios en el contenido de humedad en el suelo.

Las heridas de poda son también una posible vía de entrada a la planta madre de vid por estos hongos. P. chlamydospora produce estructuras de reproducción (picnidios), tanto en restos vegetales como en sarmientos. Algunas especies del género Phaeoacremonium producen peritecios (género Togninia, teleomorfo o fase sexual), tanto en las heridas de poda como en las grietas profundas de sarmientos, troncos y yemas. Las ascosporas se liberan desde estas estructuras invernantes mediante el impacto de las gotas de lluvia, infectando a la vid a través de las heridas de poda.

La infección por especies Botryosphaeriaceae se produce a través de heridas, sin embargo, también existen evidencias de que estos hongos pueden infectar directamente a las plantas a través de lenticelas, estomas u otras aberturas naturales. Especies de Botryosphaeriaceae también son capaces de producir picnidios y peritecios (estructura de origen asexual y sexual, respectivamente) en madera enferma o restos de poda, a partir de los cuales los propágulos (conidias o ascosporas) se liberan durante tiempo húmedo y lluvioso y, al mismo tiempo, son diseminados por el viento y/o por las salpicaduras del agua de lluvia o del riego por aspersión. Una de las primeras etapas en las que se puede producir la infección es durante el período de hidratación post colecta de las estacas para la propagación, previa al almacenamiento refrigerado. El agua utilizada durante el proceso de hidratación es también una fuente de inóculo, al contaminarse con microorganismos existentes en el campo y que permanecen adheridos a la corteza o yemas de las estacas colectadas.

El agua utilizada en estanques comerciales de enfriamiento después del tratamiento de agua caliente (HWT), si bien se trata con cloro, también se ha identificado como una fuente potencial de inóculo de P. chlamydospora y de otros microorganismos contaminantes.

Muchas heridas se producen durante el corte y preparación del material de injertación, tales como las que resultan del desyemado de las estacas, de la injertación, empalmes incorrectos o durante el proceso de enraizamiento. El gran número de cortes y heridas realizadas al material de propagación, lo hacen muy susceptible a la infección por patógenos fúngicos que afectan a la madera de la vid. Lo anterior además se ve favorecido por el hecho de que P. chlamydospora, P. aleophilum y muchas especies de Botryosphaeriaceae han demostrado ser potenciales colonizadores de las heridas de poda. Las conidias son dispersadas principalmente por el golpe de las gotas de lluvia y propagan la enfermedad infectando el xilema expuesto, las esporas germinan y colonizan los vasos de la madera. En los viveros, las fuentes de infección más probables son los sarmientos infectados provenientes de plantas madres infectadas o por la contaminación de las herramientas o materiales utilizados en el proceso de propagación.

ESTRATEGIAS DE MANEJO Y CONTROL

Una planta de vid sana es fundamental para iniciar con éxito un nuevo viñedo y dar sustentabilidad en el tiempo a su producción. Los viticultores dependen de los viveros para abastecerse de plantas sanas y de correcta identidad varietal o clonal.

El control de estos patógenos en la planta es problemático. En el huerto, las estrategias de manejo recomendadas para la prevención y manejo de enfermedades se refieren esencialmente a la prevención y/o corrección de situaciones de estrés predisponentes.

Durante el proceso de propagación, existen muchas oportunidades para que los patógenos causantes de enfermedades de la madera de la vid infecten el material vegetal, a través de las heridas que se realizan en el tejido, en cada etapa de la colecta y desyemado de las estacas hasta el proceso de injertación y encerado de las plantas. La cicatrización incorrecta del injerto hace más vulnerable a las plantas en vivero; si estas plantas logran sobrevivir a este período, son posteriormente establecidas en los nuevas plantaciones, pudiendo generar nuevos problemas a futuro. Las malas condiciones de almacenamiento y transporte refrigerado también pueden estresar las plantas y generar contaminaciones cruzadas.

Durante los últimos años se han producido importantes avances en el desarrollo de procedimientos y productos para prevenir o reducir la infección del tejido leñoso por parte de los hongos que afectan a la madera de la vid durante el proceso de propagación, siendo de gran importancia la higiene y la protección de heridas.

EFECTIVIDAD DEL CONTROL QUÍMICO

Actualmente se recomienda la aplicación de algunos fungicidas para la prevención de la infección de las heridas de poda, así como para reducir las fuentes de inóculo (basado en pruebas in vitro e in vivo) en los bloques de plantas madres y durante el proceso de producción de plantas de vivero.

En los últimos años se ha estudiado intensamente la protección de las heridas de poda mediante aplicaciones de fungicidas. Estudios realizados en Sudáfrica han demostrado que la protección de las herida en condiciones de campo con benomilo y flusilazol ha permitido reducir la infección natural de los cortes de poda por P. chlamydospora en aproximadamente un 80%. Recientemente, se ha evaluado la eficacia de varios fungicidas para controlar especies de Botryosphaeriaceae y patógenos asociados a la enfermedad de Petri, determinándose que tiofanato de metilo fue, en general, el fungicida más eficaz. Sin embargo, la protección de las heridas de poda en los bloques de plantas madres continúa siendo problemático. La gama de productos registrados es limitada y, por lo general, no permiten la protección de la herida a largo plazo ni el control de un amplio espectro de hongos debido a la ausencia de sistemicidad en la planta, además se debe sumar a lo anterior que las aplicaciones son generalmente de alto costo y difíciles de realizar.

Las estrategias de control químico de hongos de la madera durante el proceso de propagación de plantas en el vivero son difíciles de implementar. Las técnicas tradicionales como la aspersión o la inmersión utilizadas para el control de patógenos presentes externamente en las estacas, no logran penetrar lo suficiente para controlar los organismos contaminantes del floema y xilema.

El agua utilizada en los estanques para la hidratación (pre-almacenaje, pre y post-injertación) es una importante alternativa de control. La inmersión del material de propagación en benomilo, carbendazim o captan reduce significativamente los niveles de infección por P. chlamydospora y Phaeoacremonium spp. en el extremo basal y en la zona de la unión del injerto. Sin embargo, este tratamiento no tiene efecto en los patógenos causantes del pie negro debido a que la infección por estos hongos en el vivero  ocurre vía suelo.

Varios fungicidas han demostrado eficacia en la reducción de la contaminación con Pm. aleophilum en el material de propagación al sumergirlo en estanques con ziram, thiram, tiofanato de metilo, antes de injertar. Así también, mediante inmersión de vides infectadas previamente a la injertación, en una mezcla cyprodinil + fludioxonil (Switch) o pyraclostrobin + metiram, se redujo la presencia de Ilyonectria, Dactylonectria, P. chlamydospora y especies de Botryosphaeriaceae.

También se ha investigado el efecto de los fungicidas aplicados durante el proceso de encallado y antes de plantar en vivero. En plantas en bolsa, pre-inoculadas con Ilyonectria liriodendri o Dactylonectria macrodidyma y tratadas con benomilo, tebuconazole, carbendazim + fluzilazole y cyprodinil + fludioxonil, se disminuyó la severidad del daño radical y se mejoró significativamente el desarrollo de las plantas. En otras pruebas solo captan y carbendazim presentaron valores significativamente diferentes a los testigos en el caso de estacas inoculadas con I. Liriodendri, y en el caso de las inoculadas con D. macrodidyma solo el tratamiento que incluyó a prochloraz mostró diferencias significativas.

Pruebas in vitro con concentraciones crecientes de diferentes ingredientes activos para el control de los principales hongos asociados al complejo de la degradación de la madera de la vid.

EFECTIVIDAD DEL CONTROL BIOLÓGICO

En ensayos semi-comerciales se ha demostrado el potencial efecto del uso de biocontroladores como protectores de heridas o cortes de poda así como de estimulantes de crecimiento en viveros de vid. La inmersión de estacas en diferentes formulaciones de Trichoderma spp., previa al almacenamiento refrigerado o previa a la injertación, redujo la incidencia de P. chlamydospora y Phaeoacremonium spp. en la base y en la unión del injerto de plantas de vivero. También se pudo comprobar el efecto protector de T. harzianum y T. longibrachiatum mediante la colonización de los cortes de poda, reduciendo de esta manera la infección mediante inoculación artificial de P. chlamydospora.

Otro agente biocontrolador del pie negro es el hongo micorriza Glomus intraradices, cuando es aplicado preventivamente en el vivero o en la plantación definitiva de la viña o parronal.

TRATAMIENTO CON AGUA CALIENTE (TAC) 

Aunque no existe total consenso respecto a la combinación temperatura y tiempo óptimo de aplicación del tratamiento con agua caliente, el protocolo más recomendado es el de la inmersión por 30 minutos a 50°C. En Nueva Zelanda se recomienda esa combinación de temperatura y tiempo; sin embargo, en España, el protocolo recomendado como el más efectivo es de 53°C por 30 minutos, para reducir la germinación conidial y el crecimiento miceliar de los patógenos causantes del pie negro y la enfermedad de Petri, pero sin ocasionar efectos negativos a las estacas de vid. En otros ensayos se ha concluido que la temperatura de 50°C por 45 minutos es la mejor opción entre los diferentes métodos de control para reducir la infección por B. dothidae, D. seriata y P. chlamydospora.

RESISTENCIA DEL HOSPEDERO 

Los resultados de los experimentos de inoculación artificial han demostrado diferencias en la susceptibilidad de los portainjertos y cultivares de vides, principalmente a los agentes causales de la enfermedad de Petri. No hubo cultivares resistentes al analizar 20 portainjertos de vid inoculados con P. chlamydospora, Pm. aleophilum o Pm. inflatipes. Recientemente, autores españoles determinaron que el portainjerto 161-49 Couderc fue el menos susceptible entre aquellos previamente inoculados con cinco especies de Phaeoacremonium o P. chlamydospora, en condiciones de campo en España.

Por el contrario, los portainjertos 110 R y 140 Ru (ambos producto de V. berlandieri x V. rupestris) fueron los más afectados por estos hongos. En la costa norte de California, la replantación a gran escala de viñedos anteriormente establecidos sobre portainjertos V. berlandieri x V. riparia por nuevos cruces de portainjertos de V. riparia x V. rupestris y V. berlandieri x V. rupestris ocasionó un aumento de síntoma de declinación de plantas y posterior muerte durante la década de 1990. Especies de Phaeoacremonium y P. chlamydospora fueron posteriormente recuperadas a partir de estas vides afectadas. Esta información en conjunto sugiere que los portainjertos de vid V. riparia x V. berlandieri podrían ser los menos susceptibles a los patógenos responsables de la enfermedad de Petri.

En estudios realizados en Nueva Zelanda se evaluó, bajo condiciones de invernadero, la susceptibilidad de los portainjertos más comúnmente plantados en ese país. Los resultados mostraron que todas las variedades de portainjertos incluidos en el estudio fueron, en algún grado, susceptibles a la Dactylonectria e Ilyonectria spp. Estos resultados concuerdan con los obtenidos en otras investigaciones donde al evaluar la susceptibilidad a I. liriodendri y D. macrodidyma de los portainjertos más utilizados en España, se determinó que todos los portainjertos inoculados se vieron afectados por la enfermedad.

El tratamiento y correcta manipulación de estacas colectadas podrían minimizar la contaminación y la propagación de los agentes patógenos de la vid. Los viveros en general deben tener un alto nivel de higiene general. La hidratación debe reducirse al mínimo, los estanques deben ser esterilizados después de cada período de hidratación y el agua utilizada para este proceso tratada cada vez con agentes de control químico y/o biológico, ya que las heridas no protegidas en estacas proporcionan vías de infección ideales para las especies Botryosphaeriaceae y agentes causales de la enfermedad de Petri transmitidas por el agua u otros contaminantes. Inmediatamente después del injerto, los viveros pueden sumergir vides en ceras especializadas que contienen reguladores de crecimiento o fungicidas, las que favorecerán la unión del injerto y el desarrollo de callos y la inhibición de la contaminación por hongos.

OTRAS ENFERMEDADES QUE AFECTAN A LA PLANTA JOVEN DE VID DURANTE EL PROCESO DE PROPAGACIÓN

Diferentes especies de bacterias fitopatógenas se han reportado ocasionando numerosas enfermedades a la vid de potencial importancia local o de distribución mundial. Xylella fastidiosa, agente causal de la enfermedad de Pierce, presente en Centro y Norteamérica y Xylophilus ampelinus, responsable de la necrosis bacteriana de la vid, presente solo en algunos países (Sudáfrica, Francia, Italia, Grecia y Slovenia).

En el marco de las exigencias cuarentenarias, el material de propagación importado es visualmente inspeccionado con objeto de detectar la eventual presencia de estas dos bacteriosis, no presentes en Chile ni en Perú de acuerdo a los resultados de recientes prospecciones.

Con el fin de limpiar el material vegetal, infectado sistémicamente con X. fastidiosa, se establecen cultivos in vitro de yemas apicales. Las plantas de vid regeneradas a partir de los ápices de 4-5 mm no contienen el patógeno. El tratamiento de las estacas dormantes con agua caliente ha demostrado ser una herramienta eficaz para eliminar tanto a X. ampelinus como a X. fastidiosa.

Agrobacterium vitis, sinonimia de Agrobacterium tumefaciens biovar 3 y de Rhizobium vitis, es el agente causal de la agalla de la corona de la vid, enfermedad muy importante en muchos países vitivinícolas. El patógeno persiste y se disemina a través del material de propagación de vides infectadas, incluyendo, además, rastrojos que permanecen en el suelo. Puede ocasionar procesos de infecciones sistémicas, incluso en ausencia de sintomatología externa. En A. vitis, la mayoría de los genes implicados en la formación del tumor (agalla) se encuentran ubicados en un plásmido de tipo transferible denominado “Ti” (inductor de tumores). Las muestras de suelo, tejido vegetal o incluso los mismos tumores pueden contener cepas que contienen el plásmido Ti (cepas Ti) y, por lo tanto, son potencialmente tumorgénicos o, por el contrario, carecer de este plásmido y ser incapaces de inducir la neoplasia. 

La agalla de la corona ocasionada por A. vitis (y ocasionalmente por A. tumefaciens) provoca graves pérdidas económicas en la viticultura en todo el mundo. Esta bacteria, al igual que en las otras bacteriosis de la vid, es sistémica en la planta hospedera y puede presentarse en la vid de manera asintomática. Para obtener material de propagación libre de Agrobacterium, durante la última década se ha evaluado una serie de métodos de diagnóstico, tradicionales y moleculares. Entre estas técnicas, aquellas basadas en PCR se han convertido en las más eficientes. Debido a la gran diversidad genética de Agrobacterium spp., los partidores específicos diseñados generalmente no detectan a todos las especies de este género bacteriano presente en las vides.

Ciertos métodos de propagación del material vegetal son también adecuados para eliminar las bacterias fitopatógenas desde el material de propagación de vides. Por ejemplo, las plantas obtenidas mediante cultivo in vitro desde brotes apicales (1-2 cm), han demostrado estar libres de Agrobacterium spp. Para obtener plantas de vid libres de Agrobacterium, el material de propagación también es tratado con agua caliente. Aunque este método “curativo” ha sido ampliamente utilizado para eliminar los agentes patógenos y plagas desde las estacas latentes, no es posible exterminar completamente las bacterias fitopatógenas presentes en las estacas.

MANEJO DE LA AGALLA DE LA CORONA DE LA VID: PRÁCTICAS CULTURALES TRADICIONALES

La etapa de la propagación del material vegetal en la cual a menudo ocurre la manifestación de la enfermedad es durante la formación de callos y el enraizamiento en el vivero o después del primer invierno post plantación en el huerto, lo que genera problemas durante el establecimiento del nuevo viñedo. La prevención de heridas por congelamiento mediante la protección de la unión del injerto a través de las técnicas de entierro o ”mulching”, eliminación frecuente de material vegetal sintomático, son las principales estrategias de manejo cultural para prevenir la contaminación y manifestación de la agalla de la corona; sin embargo, estas son parcialmente eficaces.

La prevención de la infección es una estrategia de gestión crítica. Esto implica la producción de material de propagación libre de patógenos mediante el cultivo in vitro de meristemos apicales o el cultivo de tejidos de yemas apicales y la inhibición de la infección bacteriana (fumigación y/o solarización del suelo). Otras estrategias para reducir la incidencia de la agalla de la corona, en viveros, son los tratamientos térmicos y químicos (tales como tratamientos de inmersión en agua caliente con desinfectante) de estacas en estado latente, previamente al inicio del proceso de injertación. 

DETECCIÓN E IDENTIFICACIÓN DE LOS AGENTES CAUSALES DE LA DECLINACIÓN DE PLANTA JOVEN DE VID 

Muestreo de infraestructura de viveros 

Las muestras de viveros deben colectarse de manera arbitraria en cuatro etapas importantes del proceso de propagación: en los estanques de hidratación pre-injertación, desde los residuos del lavado de herramientas empleadas para cortar los brotes, desde los residuos de los lavados de los cortes omega y desde la turba utilizada en la etapa de formación de callos en el injerto.

Se deben colectar muestras de agua (aproximadamente 100 ml de cada uno), desde el centro del estanque, luego de una ligera agitación. El muestreo se realiza en cada período de hidratación, después de que cada lote de estacas haya sido sumergido durante dos o tres días. También se debe colectar una muestra del agua desde la llave utilizada para llenar los estanques. Las tijeras y máquinas de injertación de corte omega se lavan con una solución estéril de 0.2% de Tween-20 al finalizar la jornada de trabajo, y a partir de este residuo se colectan 30 a 60 ml de cada lavado en un tubo estéril.

Muestras de alrededor de 500 g de turba deben colectarse con posterioridad a la etapa de formación de callos de cada lote. Para cada muestra de turba, una submuestra de 50 g se mezcla con 150 ml de una solución estéril de 1% de Tween-20 y se agita durante 1 hora a 200 r.p.m.; entonces, se filtra a través de una gasa y 100 ml de la suspensión anterior se colecta en tubos estériles. Todas las muestras se dividen en dos alícuotas y cada uno se analiza para la presencia de Phaeoacremonium spp. y P. chlamydospora empleando técnicas diferentes: (a) el aislamiento de hongos mediante el cultivo en medio semi-selectivo y (b) PCR anidada utilizando partidores específicos para Phaeoacremonium spp. y P. chlamydospora.

Muestreo de plantas de viveros

En el caso de las plantas de vivero, el proceso de muestra y colecta a analizar durante el proceso de receso de la vid es el siguiente:

Muestreo de las plantas madres de vid e identificación de patógenos 

Las muestras de plantas se colectan directamente desde el campo. En cada planta, una estaca de 15 cm de largo se corta desde la parte basal de dos brotes diferentes (dos estacas por planta).

En el caso de las plantas madres, el proceso de muestra y colecta a analizar durante el proceso de receso de la vid es el siguiente:

Las plantas deben ser etiquetadas para ser remuestreadas después de la caída de las hojas. 

La identificación de las especies recuperadas se realizará mediante caracteres morfológicos y su confirmación mediante análisis molecular.